методы фиксации и консервации водных организмов

способ консервации гидробионтов с сохранением их естественной окраски

Формула изобретения

Описание изобретения к патенту

Изобретение относится к сельскому хозяйству, а именно к способам консервации гидробионтов, и может найти применение в изготовлении демонстрационных препаратов, наглядных пособий, украшений.

Известный способ консервации объекта путем заключения его в гель 10% водно-глицеринового раствора поливинилового спирта (Авторское свидетельство N 322166 Ю.А.Черненко, В.А.Кропачев, В.М.Лаврентьев и К.С.Подгорская «Консервирующее средство для биологических тканей», 1971) приводит к растворению пигментов в консервирующей среде, деформации формы и просветлению тканей объекта из-за высокой осмотичности глицерина. Недостатками этого способа является низкая прозрачность геля поливинилового спирта.

Известные способы высушивания (Г.В.Самохвалова «Изготовление коллекций мелких рыб с сохранением их окраски», «Зоологический журнал», т. XXXIV, вып. 5, стр. 1178-1179, 1955) или обезвоживания объекта с последующим заключением его в нерастворимые в воде среды, например эпоксидные смолы (Б.Уикли «Электронная микроскопия для начинающих», Изд. «Мир», Москва, 1975), плексиглас (В.Д.Дульчевский «Способ коллекционирования биологических объектов», Труды Института океанологии, Т. V, из-во АН СССР, 1951) приводят к деформации формы или потере цвета при обезвоживании спиртами.

Известный способ консервации, позволяющий сохранять естественную каротиноидную окраску объекта, путем заключения его в глицерин (А.А.Яржомбек «Каротиноиды лососевых и их связь с воспроизводством этих рыб», Труды Всесоюзного научно-исследовательского института морского рыбного хозяйства и океанографии (ВНИРО), т. 69, стр. 234-267, 1970) приводит к деформации формы объекта и выходу пигментов объекта в глицерин.

Наиболее близким техническим решением предлагаемого способа служит способ консервации объекта с использованием альдегидов и спиртов (Г.И.Роскин. Микроскопическая техника. Государственное издательство «Советская наука», Москва, 1946; Y. Obata, K. Matano «A New Method to Make Specimens of Fishes». Bulletin of the Japanese Society of the Scientific Fisheries. Vol. 18, N 11, p. 39-40, 1953; Э. Пирс Гистохимия. Изд. иностранной литературы. Москва, 1962; А.И.Кононский. Гистохимия. Издательское объединение «Вища школа». Головное издательство. Киев, 1976). Недостатками этого способа являются: помутнение объекта из-за взаимодействия консерванта с веществами объекта, исчезновение естественной окраски гидробионта.

При содержании формальдегида менее 0,2% объект сгнивает, при содержании его более 10% у рыб пропадает гуаниновый блеск чешуи. Недостатками применения формалина являются: побеление слизи на поверхности тела гидробионта и помутнение его тканей. Первое можно исправить, удалив слизь с поверхности гидробионта еще до его помещения в фиксатор. В качестве вещества восстанавливающего, поддерживающего или усиливающего прозрачность структур фиксируемого объекта использован N,N,N»,N»-тетраметилэтилендиамин (ТЕМЭД).

ТЕМЭД в присутствии формальдегида усиливает жесткость структур фиксируемого объекта. ЭДТА, ТЕМЭД и метиленовый синий в присутствии света, достаточного для обесцвечивания метиленового синего, препятствуют выцветанию красных пигментов объекта. Содержание этих компонентов ниже указанного диапазона не обеспечивает сохранности естественного цвета гидробионта, избыток приводит к образованию белого налета на теле, а также к исчезновению блеска гуанофоров.

Полученные препараты гидробионтов, хранятся в герметичном состоянии, без доступа воздуха, при постоянной комнатной температуре.

Полученные препараты гидробионтов, хранятся в герметичном состоянии, без доступа воздуха, при постоянной комнатной температуре.

Примеры конкретного использования.

Источник

Глава 6, в которой описываются способы умерщвления и хранения водных и наземных беспозвоночных (кроме насекомых)

Общие сведения о способах умерщвления и хранения различных беспозвоночных (кроме насекомых)

Способы умерщвления и хранения различных беспозвоночных довольно разнообразны. Некоторых животных можно хранить в сухом виде, как и насекомых. Это многоножки, пауки, крупные ракообразные, тело которых покрыто хитиновым панцирем, а также моллюски, у которых чаще всего сохраняют только раковину. Большинство же других животных приходится хранить в консервирующих жидкостях. При этом полностью сохраняется форма животного, почти не меняются его размеры, но, как правило, совершенно исчезает естественная окраска. В научных коллекциях чаще применяют второй способ, так как не все животные поддаются определению в сухом состоянии. В то же время для показа в музее гораздо эффектнее сухие животные.

Некоторые животные (обычно мягкотелые), если их опустить живыми в консервирующую жидкость, сильно сжимаются, теряют свойственную им форму тела. Таковы, например, пиявки, дождевые черви и некоторые другие. Моллюски погибают, втянув голову и ногу в раковину. Избежать этих явно нежелательных явлений можно, предварительно анестезировав животное, т. е. приведя его в бесчувственное состояние, когда мышечные волокна расслабляются, тело вытягивается и животное перестает реагировать на раздражение. Расслабленное животное не сжимается при помещении в консервирующую жидкость.

Наиболее распространенными анестезирующими веществами являются хлоралгидрат и английская соль. В сосуд, в котором находится животное, в течение нескольких часов добавляют один за другим кристаллики этих веществ. С каждой добавкой концентрация их в воде повышается и животное постепенно теряет чувствительность. Иногда с той же целью в воду добавляют по капельке спирт или формалин. Вся хитрость анестезирования заключается в постепенности добавления ядовитых веществ; ни в коем случае не надо стараться ускорить этот процесс.

Из консервирующих жидкостей чаще всего применяют 70- градусный спирт и 4 %-ный формалин.

Продажный спирт (ректификат, гидролизный) имеет крепость 96°. Перед тем как спирт использовать для фиксации животных, его следует разбавить водой до 70°. Спирт большей крепости, как правило, непригоден для хранения животных, так как они делаются твердыми и ломкими. Нельзя использовать для сохранения животных и спирт слабее 65°, потому что в столь слабом растворе они могут начать загнивать. Разбавляют спирт дистиллированной или в крайнем случае кипяченой водой.

Сырая вода часто содержит много минеральных примесей (так называемая временная жесткость воды), которые могут дать осадок. Для разбавления спирта или других жидкостей пользуются специальной мерной посудой (рис. 61).

Чтобы не высчитывать каждый раз, сколько надо добавить воды, для того чтобы получить спирт желаемой крепости, вы можете воспользоваться следующим правилом. Наливайте столько миллилитров (см 3 ) спирта крепостью 96°, сколько градусов должно содержаться в получаемом спирте, и доливайте водой до объема 96 мл. Например, вам нужно получить спирт крепостью около 50°. Вы берете 50 мл 96-градусного спирта и доливаете 46 мл воды (50 + 46 = 96). В результате у вас получится спирт крепостью около 50°. Если вы хотите приготовить спирт 70°, то к 70 мл 96-градусного спирта долейте 26 мл воды (70 + 26 = 96). Этот способ разбавления спирта хорош тем, что не надо производить никаких расчетов.

После того как животное опущено в спирт, последний изменяет свою концентрацию за счет воды, содержащейся в тканях животного. Поэтому в тех случаях, когда вы укладываете в спирт довольно крупных или же много мелких животных, спирт следует через два-три дня заменить свежим. В банках, где заспиртованы особенно крупные животные, спирт приходится менять несколько раз.

Чтобы животные сохранились в хорошем состоянии, необходимо, чтобы спирта по объему было раза в три больше, чем животных, а лучше, если объем спирта будет превышать объем животных раз в пять-шесть. Это правило относится и к другим консервирующим жидкостям.

Если не удалось достать спирт-ректификат, можно использовать гидролизный спирт и даже денатурат.

Все-таки для консервации беспозвоночных спирт применяют чаще формалина. Дело в том, что у формалина есть ряд очень существенных недостатков. Во-первых, формалин в гораздо большей степени, чем спирт, обладает ядовитыми свойствами. При работе с формалином надо быть очень внимательным, следить за тем, чтобы жидкость не попала на ранки или на слизистые оболочки глаз, носа, рта. От паров формалина, особенно 40 %-ного, слезятся глаза, начинает болеть голова. Руки становятся сухими и шершавыми. Поэтому при работе с формалином рекомендуется надевать резиновые перчатки. Во-вторых, в отличие от спирта, формалин густеет на холоде, а при температуре ниже нуля замерзает. Наконец, серьезным недостатком формалина является и его способность растворять соли кальция. Тех животных, тело которых содержит много карбоната кальция, например моллюсков, нельзя хранить в формалине. Если другой консервирующей жидкости нет, можно таких животных класть и в формалин, но в подсоленный и только на время.

Продажный формалин перед употреблением разводят водой (не обязательно дистиллированной) из расчета 9 частей воды на 1 часть 40 %-ного формалина. Делают это так. Формалин нагревают на плитке или спиртовке до исчезновения молочно-белого осадка. Как только осадок растворится, добавляют воду и доводят раствор до кипения. Обычно животных кладут в холодный формалин. Следует сказать, что все работы с 40 %-ным формалином желательно производить в вытяжном шкафу или на улице.

А как быть, если попалось какое-то интересное животное, а под рукой ни спирта, ни формалина нет?

Влажные сборы обычно упаковывают в специальные материальные банки (рис. 62), которые названы так потому, что в них хранится научный материал.

Рис. 62. Материальная банка с влажными сборами

Если сборы состоят из большого числа мелких животных, их удобнее упаковывать не в отдельные банки, а в материальные пробирки, которые укладывают в большую банку в два-три этажа. Такой способ упаковки позволяет сэкономить много места.

Животное укладывают в маленькую пробирочку, наполненную спиртом или формалином, после чего туда же кладут написанную тушью на кальке этикетку. Особенно удобна матовая калька, на которую тушь ложится гораздо лучше, чем на обычную (матовая калька продается вместе с чертежной бумагой в школьных папках для черчения). Этикетке дают как следует высохнуть и только после этого ее кладут в пробирку (банку), располагая таким образом, чтобы надпись можно было прочесть, не вынимая этикетки. Если этикетка предназначена для формалина, перед опусканием в пробирку или банку ее следует окунуть в спирт. Если этого не сделать, тушь расплывется. Пробирку затыкают плотной ватной пробочкой, намочив ее предварительно в спирте. Между пробочкой и спиртом не должно остаться даже маленького пузырька воздуха. Ватную пробочку по величине подбирают с тем расчетом, чтобы она плотно закрывала пробирку, но легко вынималась. Немного практики, и вы научитесь подбирать кусочки ваты нужной величины.

Размеры материальных пробирок могут быть разными в зависимости от размеров собираемых животных и величины банки. Удобно иметь в запасе пробирки разного диаметра и высоты.

Пробирки укладывают в банке рядами как можно плотнее друг к другу. Чтобы они не болтались, в промежутки между пробирками засовывают небольшие ватные тампоны. Нижний ряд пробирок укладывают не прямо на дно банки, а на слой ваты. Такие же ватные слои разделяют все этажи пробирок. Банку заливают спиртом доверху. Между крышкой и самыми верхними пробирками укладывают ватный тампон. В хорошо упакованной банке не должно быть пузырьков воздуха; пробирки должны быть уложены так плотно, чтобы при потряхивании банки не слышно было, как они стучат друг о друга.

При подборе банки для влажных сборов обратите внимание на то, чтобы у нее было достаточно широкое горлышко. Банка должна быть не слишком высокой, а такой, чтобы можно было легко дотянуться до ее дна длинным пинцетом. Банка может закрываться обычной пробкой или завинчивающейся крышкой. В первом случае следует воспользоваться корковой пробкой, пропитанной парафином. Диаметр пробки должен быть немного больше диаметра горлышка. Перед закрыванием банки пробку распаривают в кипятке, после чего она легко входит в горлышко банки. Если банка закрывается пластмассовой крышкой, ее необходимо снабдить резиновой или корковой прокладкой. Прокладку вырезают по размеру крышки и кладут внутрь крышки. В любом случае банка должна быть закрыта настолько плотно, чтобы консервирующая жидкость не проливалась.

В тех случаях, когда спиртовые или формалинные сборы, не вскрывая, хранят в течение долгого времени (больше месяца), крышку или пробку банки заливают парафином, воском или замазывают специальной замазкой (см. с. 148). При длительном хранении периодически просматривают влажные сборы, следя за тем, чтобы жидкость не испарилась.

В помещениях, где хранится много банок с заспиртованными животными, не следует зажигать огонь, курить или пользоваться электроплиткой с открытой спиралью, помня о том, что спирт легко воспламеняется.

Источник

Способ консервации гидробионтов с сохранением их естественной окраски

Изобретение относится к сельскому хозяйству, а именно к способам консервации гидробионтов, и может найти применение в изготовлении демонстрационных препаратов, наглядных пособий, украшений.

Известный способ консервации объекта путем заключения его в гель 10% водно-глицеринового раствора поливинилового спирта (Авторское свидетельство N 322166 Ю.А.Черненко, В.А.Кропачев, В.М.Лаврентьев и К.С.Подгорская «Консервирующее средство для биологических тканей», 1971) приводит к растворению пигментов в консервирующей среде, деформации формы и просветлению тканей объекта из-за высокой осмотичности глицерина. Недостатками этого способа является низкая прозрачность геля поливинилового спирта.

Известные способы высушивания (Г.В.Самохвалова «Изготовление коллекций мелких рыб с сохранением их окраски», «Зоологический журнал», т. XXXIV, вып. 5, стр. 1178-1179, 1955) или обезвоживания объекта с последующим заключением его в нерастворимые в воде среды, например эпоксидные смолы (Б.Уикли «Электронная микроскопия для начинающих», Изд. «Мир», Москва, 1975), плексиглас (В.Д.Дульчевский «Способ коллекционирования биологических объектов», Труды Института океанологии, Т. V, из-во АН СССР, 1951) приводят к деформации формы или потере цвета при обезвоживании спиртами.

Известный способ консервации, позволяющий сохранять естественную каротиноидную окраску объекта, путем заключения его в глицерин (А.А.Яржомбек «Каротиноиды лососевых и их связь с воспроизводством этих рыб», Труды Всесоюзного научно-исследовательского института морского рыбного хозяйства и океанографии (ВНИРО), т. 69, стр. 234-267, 1970) приводит к деформации формы объекта и выходу пигментов объекта в глицерин.

Наиболее близким техническим решением предлагаемого способа служит способ консервации объекта с использованием альдегидов и спиртов (Г.И.Роскин. Микроскопическая техника. Государственное издательство «Советская наука», Москва, 1946; Y. Obata, K. Matano «A New Method to Make Specimens of Fishes». Bulletin of the Japanese Society of the Scientific Fisheries. Vol. 18, N 11, p. 39-40, 1953; Э. Пирс Гистохимия. Изд. иностранной литературы. Москва, 1962; А.И.Кононский. Гистохимия. Издательское объединение «Вища школа». Головное издательство. Киев, 1976). Недостатками этого способа являются: помутнение объекта из-за взаимодействия консерванта с веществами объекта, исчезновение естественной окраски гидробионта.

При содержании формальдегида менее 0,2% объект сгнивает, при содержании его более 10% у рыб пропадает гуаниновый блеск чешуи. Недостатками применения формалина являются: побеление слизи на поверхности тела гидробионта и помутнение его тканей. Первое можно исправить, удалив слизь с поверхности гидробионта еще до его помещения в фиксатор. В качестве вещества восстанавливающего, поддерживающего или усиливающего прозрачность структур фиксируемого объекта использован N,N,N’,N’-тетраметилэтилендиамин (ТЕМЭД).

ТЕМЭД в присутствии формальдегида усиливает жесткость структур фиксируемого объекта. ЭДТА, ТЕМЭД и метиленовый синий в присутствии света, достаточного для обесцвечивания метиленового синего, препятствуют выцветанию красных пигментов объекта. Содержание этих компонентов ниже указанного диапазона не обеспечивает сохранности естественного цвета гидробионта, избыток приводит к образованию белого налета на теле, а также к исчезновению блеска гуанофоров.

Полученные препараты гидробионтов, хранятся в герметичном состоянии, без доступа воздуха, при постоянной комнатной температуре.

Полученные препараты гидробионтов, хранятся в герметичном состоянии, без доступа воздуха, при постоянной комнатной температуре.

Примеры конкретного использования.

Источник

Мониторинг фитопланктона

Пункты наблюдений

Учитывая, что влияние промышленных и бытовых стоков на фитопланктон сказывается только через 2-3 сут, по скорости течения реки рассчитывают место размещения станций и створов. Так, при скорости реки у исследуемого пункта в 0,5 м/с первый створ (трансекту) целесообразно заложить через 43 км, второй — через 86 км, а третий — через 130 км, что соответствует расстоянию, пройденному водной массой соответственно за 1, 2, 3 сут.

При исследовании влияния сточных вод в малопроточных или непроточных водоемах трансекты закладываются с учетом ветровых сгонов, так как ветровые течения здесь превосходят склоновые. При работе на озерах и водохранилищах необходимо исследовать устья впадающих рек и наиболее крупных ручьев, а также основные заливы. На крупных водоемах такого типа число станций на трансектах должно быть пропорционально площади обследуемых заливов и плесов.

При работе на водохранилищах, озерах, глубоководных прудах отбор проб осуществляется из слоя, где возможен фотосинтез (из трофогенного слоя), глубина которого равна утроенному значению прозрачности, измеренной по белому диску Секки. Например, при прозрачности 5 м — глубина сосставит 15 м. Стандартные горизонты отбора проб: 0; 1; 2,5; 5; 10; 20 м. Таким образом, на станции с каждого из перечисленных горизонтов (до глубины утроенной прозрачности) отбирают из батометра по 1 л воды, сливают в один сосуд (чистое эмалированное ведро с крышкой), тщательно перемешивают и в зависимости от степени развития фитопланктона, заполняют поллитровые или литровые бутылки и консервируют. В реках вертикальное распределение фитопланктона относительно равномерное, поэтому отбор проб обычно производят с горизонта 0,2-1 м батометром или простым зачерпыванием определенного объема воды (в зависимости от степени развития фитопланктона 0,2; 0,5 или 1 л).

Методы сбора и орудия лова фитопланктона

Одинаково применим для качественного и количественного сбора материала батометрический метод отбора проб фитопланктона. Системы существующих батометров весьма разнообразны. Опыт работы показал, что батометры типа батометра Руттнера малопригодны для сбора проб фитопланктона, так как погружаясь в водоем, они своим нижним диском разбивают поверхностную пленку и перемешивают организмы водной толщи в районе действия прибора. Необходимо пользоваться приборами, у которых при погружении обе створки находятся в вертикальном положении и не мешают вырезанию определенного столба воды.

Наиболее прост в изготовлении и удобен в работе батометр А. В. Францева. Его способность вырезать метровый слой жидкости особенно ценна при исследовании вертикального распределения водорослей. При комплексных работах, когда необходимо получить одновременно воду для биологического и химического анализов, следует применять батометры большего рабочего объема. К таким приборам относится планктобатометр ДК (Дьяченко-Кожевниковой), емкость которого у большой модели равна 10, а у малой — 5 л. Еще более удобен батометр Молчанова ГР-18. Он предназначен для взятия проб воды с различных глубин водоема и одновременного измерения температуры воды исследуемого слоя (от 1 до 40 o С). Батометр ГР-18 имеет два цилиндра из органического стекла, емкость которых не менее 4 л.

В быстротекущих водах отбор проб этими приборами осложнен из-за эффекта сноса. Для таких водоемов применяются батометры Жуковского или Фридингера, а также батометр, сконструированный Яагом, Амбюлем и Циммерманом. В воду батометры указанных конструкций опускаются с горизонтально открытыми крышками; вода при этом свободно проходит насквозь.

Методы сгущения и консервации фитопланктона

Для фиксации проб отдельными гидробиологами до сих пор применяется формалин, но он разрушает нежные флагеллаты и не ликвидирует газовые вакуоли у синезеленых, что мешает их осаждению. Уже в 1926 г. Усачевым было предложено перейти на фиксацию проб иодистым калием. Позднее Утермель рекомендовал рецепт еще одного фиксатора, трех капель которого вполне достаточно для фиксации 100 мл планктонной пробы. На основании этого раствора в Институте биологии внутренних вод РАН разработан фиксатор, состоящий из двух растворов:

Оба раствора сливаются и хранятся в темном месте. При применении иодных фиксаторов в клетках водорослей хорошо обнаруживаются пиреноиды, жгутики, окрашивается слизь, исчезают вакуоли у большинства имеющих их синезеленых. Наличие формалина в составе консерванта, позволяет хранить пробу длительное время.

Фиксированная проба после отстаивания концентрируется отсасыванием воды с помощью трубки-сифона с загнутым на 2 см вверх концом, затянутым газом №70-76, или с помощью устройства для автоматического концентрирования фитопланктонных проб. Устройство состоит из двух расположенных на разных уровнях штативов (на верхний штатив устанавливается сосуд с концентрируемой водой, на нижний — мерный цилиндр, в который отсасывается вода), сифона, трубок и двух вентилей (обычного и соленоидного). Это устройство позволяет создать стандартные условия концентрирования, а также отрегулировать скорость отсасывания воды таким образом, чтобы исключить возможность попадания в фильтрат мелких видов фитопланктона.

После отсасывания остаток пробы в 30-80 мл переливают в склянку (типа аптечной плевательницы). Туда же сливают воду после ополаскивания стенок сосуда, в котором происходило осаждение.

Широкое применение в гидробиологии получил метод мембранной фильтрации, который способствует быстрой концентрации проб и дает возможность просматривать фитопланктон в живом состоянии. Отечественное производство мембранных фильтров было начато в 1931-1932 гг. Для сгущения фитопланктона пригодны фильтры №6 и №5 с диаметром пор 2-5 мкм и 1,2 мкм соответственно фильтр №6 рекомендуется использовать как предварительный при обильных пробах для ускорения процесса фильтрации, а также для разделения крупноразмерной и мелкоразмерной фракций фитопланктона. После фильтрации на фильтре №6 полученный фильтрат, содержащий вторую фракцию, следует пропустить повторно через фильтр №5.

В 80-х годах был налажен выпуск мембранных фильтров «Владипор», из которых для концентрирования фитопланктона пригоден фильтр №10 с диаметром пор около 1 мкм. В упаковках имеются фильтры-подложки войлочного типа, на которые укладывается сам мембранный фильтр, что предотвращает его разрыв и способствует равномерному распределению осадка. В нашей стране получили распространение также чешские фильтры марки «Сынпор-2» с диаметром пор 1,2 мкм.

Сухие фильтры содержат в своих порах воздух, который закупоривает их и затрудняет фильтрацию. Для удаления воздуха фильтры нужно прокипятить в дистиллированной воде в течение 20-30 мин. Воду следует нагревать медленно, а кипячение должно быть спокойным, так как при бурном нагревании и кипячении фильтры скручиваются и становятся непригодными к употреблению. Кроме того, для удаления воздуха из пор фильтров можно рекомендовать длительное содержание фильтров в дистиллированной воде (перед помещением их на такое хранение фильтры необходимо несколько раз промыть в дистиллированной воде).

Фильтрацию проводят под вакуумом в воронке с пористым или сетчатым дном, на которое укладывают мембранный фильтр. Воронку укрепляют на колбе Бунзена, которую через верхний тубус шлангом соединяют с вакуумным насосом. Возможно соединение нескольких воронок одной трубкой или системой гибких шлангов, что позволяет фильтровать сразу несколько проб.

И. М. Балонов предложил портативный прибор, очень удобный в экспедиционных условиях, где колба Бунзена заменена дюралевым стаканом, в котором при транспортировке переворачивается и фиксируется модифицированная фильтрационная воронка из органического стекла. Для создания вакуума он использует насос от мотороллера или велосипеда. Масса прибора вместе с насосом не превышает 1260 г, а размеры в собранием виде 233?94 м.

Пробу фильтруют до определенного объема, оставляя над фильтром столбик воды высотой 1 см, или до момента, когда воды над осадком уже нет, но фильтр еще остается влажным. Затем планктон осторожно смывают с фильтра мягкой кисточкой и просчитывают в счетной камере. Желательно сразу после фильтрации просмотреть живой материал, что позволяет не только обнаружить нежные формы водорослей, но и определить общее состояние фитопланктона. Если нет необходимости просматривать живую пробу, фильтр помещают в пенициллиновую склянку объемом 20 мл, заливают 5-10 мл фильтрата и консервируют до слабо желтого цвети. В этом случае за 30 мин до фильтрации можно провести предварительную консервацию пробы несколькими каплями фиксатора, что предотвратит деформацию водорослей на фильтре, которая может иметь место при фильтрации живой пробы.

Оценка точности осадочного и фильтрационного методов, проведенная К. А. Гусевой, показала, что довольно близкие результаты с отстойным концентрированием получаются только в случае двойной фильтрации пробы. Причина состоит в том, что при обильных пробах только такая двойная фильтрация обеспечивает равномерное распределение отфильтрованных водорослей по площади фильтра. При одноразовой фильтрации происходит сбивание организмов фитопланктона в кучи или даже склеивание их на фильтре. Поэтому результаты подсчета фитопланктона непосредственно на таких фильтрах (особенно при большом увеличении микроскопа) обычно выше результатов, полученных с помощью отстойного (седиментационного) метода.

Несмотря на определенные достоинства метода мембранной фильтрации (это прежде всего возможность анализа живого материала, а также быстрота сгущения проб при малом исходном объеме), многие гидробиологи предпочитают использовать отстойный метод как более простой и не требующий специальных установок.

Изучать организмы в живом состоянии можно и в случае применении метода центрифугирования, который позволяет быстро осадить водоросли. Однако применять его при количественном учете фитопланктона не следует, так как центрифуга не осаждает синезеленые водоросли, содержащие газовые вакуоли, и организмы с меньшей плотностью, чем вода.

Этикетирование проб

Методы подсчета водорослей планктона

Второй важный момент — это количество просчитанных полос. К. А. Гусева считает, что в камере объемом 0,06 мл при количестве водорослей несколько сотен и десятков тысяч в 1 мл можно ограничиться просчетом двух полос из 40 имеющихся в ней, при нескольких тысячах клеток в 1 мл необходимо просчитать всю камеру. В камере же объемом 0,01 мл только при количестве нескольких сот тысяч можно просчитать две полосы, при нескольких десятках тысяч — пять полос и при нескольких тысячах — всю камеру. Г. В. Кузьмин советует просчитывать каждую пятую полосу указанных камер, а при высокой численности — каждую десятую. Определение численности водорослей лучше провопить в камерах разных объемов. Так, крупные и колониальные формы планктона просчитывают в камерах большого размера (не менее 0,05-0,1 см 3 ), для остальных видов подходят и более мелкие (0,01 и 0,02 см 3)

Так, например, если при просмотре 10 мл концентрата пробы объемом 500 мл в 10 полосах Камеры Нажотта объемом 0,01 см встречено 10 клеток, то в 1 л будет содержаться 80000 клеток.

Практика показывает, что для оценки видового разнообразия фитопланктона вполне достаточным является даже то количество планктона, которое содержится в одной камере объемом 0,01 см 3.

Размеры клеток водорослей могут быть важным систематическим признаком. Клетки измеряют с помощью окуляр-микрометра. Цену делений окуляр-микрометра находят, сопоставляя их с уже известными делениями объект-микрометра. Последний представляет собой предметное стекло с 1-миллиметровой шкалой и единичными делениями ценой 0,01 мм.

Фитопланктон просчитывают обычно при объективе с 40-кратным увеличением и окуляре с 7-кратным увеличением (можно использовать окуляры и с более сильным увеличением).

Методы вычисления биомассы

В литературе имеются таблицы объемов и весов (масс) различных видов планктона для некоторых районов страны. Однако распространять эти данные на любые географические районы нельзя в связи с зависимостью размеров клеток от климатической зоны, сезона, типа водоема. Эти данные можно использовать только как ориентировочные.

Большинство массовых видов водорослей имеет форму шара, цилиндра, эллипсоида или двух конусов. Для вычисления объемов этих тел нетрудно составить таблицу формул и постоянно пользоваться ею. Приведем ряд формул для вычисления объема геометрических тел, которым обычно подобны клетки планктонных водорослей.

Шар: _; цилиндр с очень маленькой высотой: V=pr 2 h; цилиндр, в основании которого лежит эллипс: V=pabh; эллипсоид: _; параллелепипед: V=a’b’c’; клин: . В приведенных формулах приняты следующие обозначения: r — радиус; h — высота; a, b, с — полуоси эллипсоида; a’, b’, c’ — стороны клина и параллелепипеда.

Источник

• ← методы стерилизации банок для консервирования в домашних условиях способы
• метро банки для консервирования стеклянные →