препарат для консервирования крови

КОНСЕРВИРОВАНИЕ КРОВИ

КОНСЕРВИРОВАНИЕ КРОВИ (лат. conservare хранить, сохранять) — методы хранения крови вне организма в состоянии ее биологической и функциональной полноценности. При консервировании кровь не утрачивает стерильности, жидкостных свойств в течение определенного срока, что позволяет заготавливать и применять ее для переливания с леч. целью.

Русский ученый В. В. Сутугин впервые в 1865 г. высказал идею К. к. с целью последующего использования ее при военной травме. В 1867 г.

B. Раутенберг предложил предотвращать свертывание крови с помощью добавления углекислого натрия. Планомерное изучение проблемы К. к. в СССР началось в 1926 г. в Москве, в первом в мире Научно-исследовательском ин-те гематологии и переливания крови. Большой вклад в разработку этой проблемы внесли Д. Н. Беленький, C. И. Спасокукоцкий, А. А. Багдасаров, С. Д. Балаховский, А. Н. Филатов, С. Е. Северин, Ф. Р. Виноград-Финкель, П. М. Максимов и многие другие.

В 30-х гг. для К. к. начали применять жидкость ЦИПК — 5% р-р цитрата для малого разведения (1:9) и глюкозоцитратный консервант ЦИПК № 1.

К 1940 г. в СССР были разрешены основные задачи проблемы К. к. и установлена леч. эффективность такой крови, что позволило широко внедрить в практику ее массовую заготовку. В период 1941 — 1945 гг. были разработаны способы предотвращения бактериального загрязнения крови при ее массовой заготовке и хранении, а также новые консервирующие среды с лимоннокислым цитратом натрия и антисептиками. Это значительно повысило качество К. к. и снизило опасность гемотрансфузионных осложнений.

В последующие годы продолжались теоретические и практические изыскания, направленные на удлинение сроков хранения крови при температурах выше и ниже 0° — в жидком и замороженном состоянии.

Консервирование крови при температурах выше 0°

Наибольшее распространение как стабилизаторы получили лимонная к-та и лимоннокислый цитрат натрия. Механизм их действия состоит в связывании ионов кальция, что предотвращает свертывание крови.

Динатриевая соль этилендиаминтетраацетата — ЭДТАNa₂ — также связывает ионы кальция. Однако одновременно она вызывает связывание ионов калия и магния и ранний гемолиз консервированной крови, что ограничило ее применение. Гепарин (50—60 мг на 1 л крови) используется для стабилизации крови гл. обр. в аппаратах искусственного кровообращения. Недостатком его является ограничение сроков стабилизации (до 24 час.) и образование сгустков за счет инактивации гепарина, в связи с чем он применяется лишь для кратковременного (несколько часов) К. к.

Стабилизация крови может быть достигнута и без добавления хим. веществ — путем пропускания крови через колонку с катионообменными смолами. По этому принципу в Белорусском НИИ переливания крови Е. Д. Бугловым в 1969 г. разработан препарат M-1-фосфат целлюлозы.

Для К. к., кроме стабилизации, имеет значение сохранение морфол, целостности эритроцитов и их функц, полноценности. Для этого требуется постоянный приток основного субстрата питания этих клеток — глюкозы, а также средств, обеспечиващих ее утилизацию,— ферментов и коферментов.

Установлена прямая связь кислородно-транспортной функции эритроцитов с содержанием 2,3-дифосфоглицерата (2,3-ДФГ), его важная роль в регуляции сродства гемоглобина к кислороду и в процессе отдачи кислорода тканям: при низкой концентрации в эритроцитах 2,3-ДФГ сродство гемоглобина к кислороду повышено, при этом диссоциация оксигемоглобина и передача кислорода тканям затруднены; при высокой концентрации 2.3-ДФГ связи гемоглобина с кислородом ослаблены, оксигемоглобин диссоциирует быстрее и ткани легко извлекают кислород из его комплекса с гемоглобином. Известно, что АТФ, кроме участия в формировании 2,3-ДФГ, также может быть связана с гемоглобином и влиять на процесс отдачи кислорода тканям; поэтому предполагается корреляция кислородно-транспортной функции эритроцитов с содержанием 2.3-ДФГ и АТФ. Т. о., наряду со стабилизацией, основное требование к гемоконсервантам — пополнять недостаток АТФ и 2,3-ДФГ. Введение в цитратный р-р для К. к. глюкозы дало возможность продления синтеза АТФ и покрытия потребности эритроцитов в энергии. Кроме того, важным моментом явилось доведение pH консервирующих р-ров до 4,5—5,1 (при этом эритроциты медленнее потребляют глюкозу), что отдаляет наступление гемолиза и повышает посттрансфузионную выживаемость эритроцитов.

Кислые глюкозоцитратные р-ры начиная с 1947 г. получили признание во многих странах. Они позволяют сохранять консервированную кровь при t 4—8 до 21 дня с посттрансфузионной выживаемостью 70% перелитых эритроцитов, что является международным стандартом. В СССР применяется р-р ЦОЛИПК-76, ЛИПК-Л-6, в США и др. странах — р-р ACD.

Состав консервирующего р-р а ЦОЛИПК-76: лимоннокислый цитрат натрия — 2 г, глюкоза — 3 г, левомицетин — 0,015 г, бидистиллированная вода до 100 мл. Срок хранения — до 2 лет.

Состав гемоконсерванта ЛИПК-Л-6: лимоннокислый цитрат натрия — 2,5 г, глюкоза — 3 г, натрия сульфацил — 0,5 г, трипафлавин нейтральный — 0,025 г, бидистиллированная вода до 100 мл. Срок хранения — до 7 дней.

Кислые глюкозоцитратные р-ры стали основой для создания новых гемоконсервантов, напр, цитроглюкофосфата, содержащего 1 г лимонной к-ты, 0,75 г тринатрийфосфата, 3 г глюкозы, до 100 мл б о дистиллированной воды, нормального р-ра едкого натра до pH 5,7 (20 мл р-ра на 80 мл крови), позволяющего удлинить сохранность функ. полноценности эритроцитов. За рубежом применяется цитратно-фосфатный р-р с декстрозой — СРВ.

Включение в гемоконсерванты метаболитов углеводно-фосфорного обмена (аденин, инозин, пируват и др.) открыло новую перспективу в К. к.— возможность восстановления («омоложения») консервированных эритроцитов после предельно допустимых сроков (21 день) хранения. Инкубация длительно хранившихся консервированных эритроцитов с метаболитами углеводно-фосфорного обмена приводит к восстановлению утраченной в процессе хранения их функц, полноценности (содержания 2,3-ДФГ, АТФ, Р50 и других показателей). Последующее замораживание восстановленных эритроцитов в жидком азоте позволяет сохранять «омоложенные» клетки длительное время.

Разработаны методы получения и консервирования компонентов крови: эритроцитной, тромбоцитной, лейкоцитной массы и плазмы. Консервирование клеток крови имеет большое значение, особенно в связи с возрастающим использованием в леч. практике трансфузий отдельных компонентов вместо цельной крови.

Эритроцитная масса (см.) — наиболее распространенная Трансфузионная среда. Получают ее путем асептического удаления плазмы после отстаивания или центрифугирования консервированной крови; в последующем возможно хранение конц. эритроцитной массы (гематокрит до 70%)- В леч. практике применяется также отмытая эритроцитная масса (подвергнутая повторному асептическому отмыванию физиол. р-ром), особенно у реактивных больных (сенсибилизированных, аллергизированных и др.).

Для применения в клин, практике лейкоцитной и тромбоцитной масс разработаны методы их получения с использованием центрифугирования в пластикатной аппаратуре и коллоидных осадите лей. Лейкоцитная масса (см. Лейкоконцентрат) сохраняется до 24 час.

Тромбоцитная масса (см.) сохраняется в собственной плазме при t° 4° в течение 6—8 час., а при t° 22° в пластикатных мешках — 72 часа.

Выделение и хранение лейкоцитной и тромбоцитной масс, кроме пластикатной аппаратуры, осуществляют с помощью специальных фракционаторов для автоматического асептического разделения крови на компоненты и получения в больших количествах этих клеток от одного донора методом цитафереза. (см. Плазмаферез).

Массовую заготовку консервированной крови и ее компонентов проводят учреждения службы крови (станции и отделения переливания крови) по единым методическим правилам. Кровь консервируется гл. обр. на стерильных гемоконсервантах 76 и цитроглюкофосфате, изготовляемых на заводах. Взятие крови от доноров в стеклянные флаконы или пластикатные мешки с гемоконсервантом производится в стационарных операционных станций и отделений переливания крови или по месту работы доноров, куда направляются специальные бригады, оснащенные всем необходимым для заготовки крови. Стерильность К. к. обеспечивается соблюдением строгих мер асептики при ее заготовке от доноров, использованием простерилизованных гемоконсервантов (в герметически укупоренных флаконах или пластикатных мешках) и замкнутых стерильных систем для взятия крови (рис. 1). Стерильность и качество консервированной крови строго контролируют путем выборочных бактериол, посевов, производимых на станциях и в отделениях переливания крови, а также макроскопической оценкой в леч. учреждениях перед выдачей для трансфузии.

Консервирование крови при температурах ниже 0°

Долгосрочное хранение клеток крови и плазмы возможно лишь при отрицательных температурах. При этом клетки сохраняются в анабиотическом состоянии — при подавлении метаболизма, но сохранении активности ферментных систем и жизнеспособности клеток.

Замораживание и хранение плазмы производят при t° —30°. Решению проблемы замораживания эритроцитов помогло установление факта, что ультрабыстрое охлаждение крови (100° в секунду) может происходить почти без кристаллического затвердевания (в тонком слое удавалось заморозить и сохранить малые объемы эритроцитов), и открытие криозащитного свойства глицерина, позволившего при смешении с эритроцитами сохранять их в замороженном состоянии. А. Д. Беляков с соавт. в 1956 г. и Ф. Р. Виноград-Финкель с соавт, в 1958 г. разработали метод сохранения клеточных элементов крови в переохлажденном состоянии при температурах ниже 0° (от —8 до —16°) без кристаллообразования.

В практике применяют два метода криоконсервирования эритроцитов: ультрабыстрое замораживание в жидком азоте (—196°) с малыми (15%) концентрациями глицерина или медленное замораживание с большой (30—50%) концентрацией глицерина при умеренных температурах (—40, —80°) в воздушной камере электрорефрижераторов. Эти методы позволяют длительно (годами) сохранять неповрежденными 85—95% эритроцитов.

Методика ультрабыстрого замораживания эритроцитной массы состоит в том, что из цельной донорской крови после центрифугирования эритроциты выделяют с соблюдением строгих условий асептики и смешивают их со стерильным ограждающим р-ром, содержащим глицерин. Смесь переводят в алюминиевый гофрированный контейнер или специальный пластикатный мешок и подвергают в течение 2 мин. замораживанию путем погружения в ванну с жидким азотом, после чего переносят в специальный бункер или камеру также с жидким азотом для последующего длительного хранения. Для использования замороженных эритроцитов контейнеры или мешки вынимают из жидкоазотного хранилища, подвергают оттаиванию путем помещения на 25 сек. в ванну с водой (t° 45°). После оттаивания производят отмывание эритроцитов от глицерина маннитно-солевыми, глюкозоманнитными, солевыми и другими р-рами с последовательно снижающейся гиперосмией до изоосмии. Для отмывания эритроцитов используют метод последовательного центрифугирования и сливания надстоя или автоматические фракционаторы различного типа для асептического отмывания размороженных эритроцитов в замкнутой системе. Отмытые эритроциты заливают равным объемом изотонических р-ров (сахарозоглюкозофосфатный, солевой и др.), после чего они пригодны для переливания в течение 24 час.

Методика медленного замораживания при умеренных температурах имеет свои преимущества — не требуется жидкоазотного оборудования, т. к. используются электрорефрижераторы. В качестве эндоцеллюлярного криофилактика широко применяют глицерин в большой концентрации (40%), хотя это и усложняет способы его отмывания после размораживания эритроцитов.

Для криоконсервирования лейкоцитов и тромбоцитов подобраны ограждающие р-ры, содержащие криофилактики эндоцеллюлярного (глицерин, диметилсульфоксид, диметилацетамид) или экзоцеллюлярного действия (поливинилпирролидон) в сочетании с углеводными р-рами (сахароза, глюкоза, аскорбиновая к-та). Замораживание клеток производят в специально сконструированных аппаратах, позволяющих охлаждать их по заданной программе. После программного замораживания и оттаивания лейкоцитов можно получать от 75 до 92% восстановленных клеток.

Существует метод разделения лейкоцитной массы на лимфоциты и гранулоциты. Размороженные лимфоциты предназначаются для типирования и переливания больным с угнетенной иммунол, активностью; гранулоциты можно использовать при лечении больных с септицемиями, агранулоцитозом и др.

Замораживание, хранение, оттаивание и отмывание эритроцитов и других клеток крови производятся в специально организованных отделениях (банках) долгосрочного хранения замороженной крови при учреждениях службы крови (рис. 2).

Клин, опыт подтверждает эффективность трансфузий взвеси размороженных эритроцитов при лечении острой кровопотери, анемий различной этиологии, при операциях на открытом сердце и при использовании аппарата «искусственная почка». Преимущества трансфузий размороженных отмытых эритроцитов заключаются в их лучшей переносимости (без посттрансфузионных реакций) больными, сенсибилизированными или аллергизированными предыдущими переливаниями крови или медикаментозными средствами. Они не содержат иммуноагрессивных клеточных (лейкоциты и тромбоциты) и белковых компонентов плазмы, являющихся основной причиной реакций при повторных трансфузиях (см. Переливание крови).

Метод криоконсервирования крови, помимо обеспечения многолетнего хранения, создания запасов крови редких групп, снижает риск заражения вирусным гепатитом В. Он также дает возможность широкого применения аутотрансфузий путем предварительного накопления крови от данного больного и длительного ее хранения в замороженном состоянии до момента операции или необходимости трансфузий (см. Аутогемотрансфузия).

Посмертная кровь

Идея заготовки и применения посмертной (трупной, постагональной, фибринолизной) крови была высказана и экспериментально обоснована B. Н. Шамовым в 1929 г., который доказал, что кровь трупов животных в первые 6—8 час. после смерти сохраняет свою полноценность, не имеет токсических свойств и оказывает леч. эффект при переливании обескровленным собакам. В 1930 г.

C. С. Юдин впервые с успехом произвел переливание посмертной крови больному с острой кровопотерей. Дальнейшие многолетние исследования ряда авторов послужили основанием для заключения о сохранности функц, полноценности посмертной крови, ее нетоксичности и выраженной леч. эффективности для человека.

Особым качеством посмертной крови является ее способность после заготовки свертываться, а затем «развертываться», т. е. сгусток вновь переходит в жидкое состояние. Это свойство, названное фибринолизом (см.), — сложный биол, процесс, происходящий в системе свертывания крови после смерти. Оно используется с диагностической целью: фибринолиз характерен только для крови скоропостижно скончавшихся людей и не наблюдается в случаях смерти после длительной агонии. Фибринолиз позволяет заготавливать и хранить кровь без добавления стабилизирующих средств. В СССР в Московском городском НИИ скорой помощи им. Н.Б. Склифосовского и Ленинградском городском НИИ скорой помощи им. проф. Ю. Ю. Джанелидзе накоплен большой опыт заготовки и применения посмертной крови. В ряде городов организованы специальные отделения для заготовки от трупов органов и тканей, в т. ч. крови. Существуют определенные правила взятия крови (в первые 6—8 час. после смерти) от внезапно умерших в результате острой сердечно-сосудистой недостаточности, спазма или склероза коронарных сосудов, инфаркта миокарда, гипертонической болезни, кровоизлияния в мозг, электротравмы, закрытой травмы черепа, спинного мозга, шейного отдела позвоночника, асфиксии от сдавления. Установлена возможность удлинения сроков хранения посмертной крови путем добавления специальных консервирующих р-ров (сахарозоглюкозофосфатного).

Использование посмертной крови, хранившейся при температуре 4—6°, разрешается после получения результатов лабораторного исследования крови и суд.-мед. вскрытия трупа. По данным К. С. Симоняна с соавт. (1975), ок. 24% заготовленной крови бракуется: 7% по бактериальному загрязнению, 13% по серол, показателям и примерно 4% на основании противопоказаний по данным патологоанатомического исследования.

Переливание посмертной крови не получило широкого распространения в леч. практике гл. обр. в связи с хорошей организацией донорства и службы крови, обеспечивающей леч. учреждения консервированной кровью.

Источник

Гематолог-РО

Ведущие специалисты в области гематологии

Проф.Круглов С.В. и Крючкова О.А.

Автор проекта: Круглов Сергей Владимирович, профессор, заслуженный врач России, доктор медицинских наук, врач высшей квалификационной категории

Запись на прием

Редактор страницы: Крючкова Оксана Александровна — врач-травматолог-ортопед

Профессор Шатохин Юрий Васильевич

ДМН, Зав. кафедрой гематологии РостГМУ.

Профессор Лысенко Ирина Борисовна

ДМН, Зав. отд. гематологии Ростовского Онкологического Института.

Снежко Ирина Викторовна

Кандидат медицинских наук Ассистент кафедры гематологии РостГМУ Врач высшей квалификационной категории.

Шамрай Владимир Степанович

Врач высшей квалификационной категории, заведующий гематологическим отделом.

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ: ОСНОВНЫЕ ПОНЯТИЯ

Впервые идея консервирования крови была выдвинута русским ученым В. В. Сутугиным в 1865 г. В. В. Сутугин производил переливание дефибринированной крови 7-суточной давности, сохраняющейся при температуре 0°. В 1867 г. В. Раутенберг предложил стабилизировать кровь углекислым натрием.

В дальнейшем эти методы были забыты и вновь консервация крови стала предметом изучения только в 1916 г..

Проблема консервирования крови была подвергнута глубокому изучению в СССР. Д. Н. Беленький, Л. Р. Перельман, С. И. Спасокукоцкий, А. Н. Филатов, А. А. Багдасаров и другие авторы экспериментально и в клинике стали проверять различные консервирующие среды и методы консервации крови. Особую ценность приобрела работа Д. Н. Беленького (1930), который на основании тщательных лабораторных и биохимических анализов, а также значительного числа экспериментов разработал условия консервации и принципы использования оптимальных консервирующих сред.

В Центральном ордена Ленина институте гематологии и переливания крови проведена большая работа по определению изменений, происходящих в консервированной крови, а также по изучению действия консервированной крови при различных заболеваниях постепенно изменялись консервирующие среды, удлинялись сроки консервации, расширялись показания к переливанию консервированной крови, условия транспортировки ее. В связи с этим в СССР метод переливания консервированной крови занял ведущее место среди всех остальных способов трансфузии, что позволило исключительно широко использовать могучее действие трансфузии во всех отдаленных местностях Советского Союза.

Международный конгресс по переливанию крови в Риме в 1935 г. признал приоритет советской науки во всех областях проблемы переливания крови и, в частности, в области консервирования крови.

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ. Общие принципы консервирования крови

Учитывая морфологические и биохимические свойства крови, являющейся «жидкой тканью» организма, каждое взятие и переливание, крови необходимо сопровождать предосторожностями, направленными на максимальное сохранение всех элементов крови.

Еще более внимательно следует относиться к условиям сохранения крови в искусственной обстановке — при ее консервации.

В процессе консервирования крови происходит посте. пенное изменение ее форменных элементов и плазмы. Сроки и глубина этих изменений, несомненно, зависят от качества консервирующей среды, методики взятия крови, условий хранения, транспортировки и пр.

Разрушение тромбоцитов заметно с 3-го дня консервации. К 25—30-му дню хранения крови тромбоциты в ней составляют 50% первоначального количества.

С 3—-го дня проявляются изменения лейкоцитов. К 25-му дню консервации в крови находится уменьшенное число лейкоцитов (по Ю. М. Иргеру, до 56%). Ряд исследователей (И. С. Колесников, Г. Г. Караванов и др.) считает, что из лейкоцитов менее устойчивыми являются нейтрофилы, затем моноциты, а более резистентными — лимфоциты.

Изменения эритроцитов в консервированной крови выражены менее заметно. Первым признаком разрушения эритроцитов является снижение осмотической их резистентности, слабо выраженное, начиная с 3-го дня консервации и доходящее до степени гемолиза к 25—30-м суткам (А. Н. Филатов). Затем отмечается постепенное изменение реакции оседания эритроцитов и падение их титра агглютинабильности.

После 15-го дня консервации наблюдается незначительное уменьшение числа эритроцитов в связи с их частичным разрушением. К этому времени при исследовании крови под микроскопом можно обнаружить характерные сморщенные эритроциты, имеющие форму «тутовых ягод». Одновременно появляются микроциты и бледно окрашенные эритроциты, а также уменьшается количество ретикулоцитов (Ю. М. Иргер).

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ. В процессе консервации плазма крови претерпевает ряд биохимических изменений,

зависящих в основном от жизнедеятельности эритроцитов, продолжающейся в консервированной крови.

Начиная с 3 5-го дня, в консервированной крови уменьшается количество сахара, снижается содержание глютатиона. Вместе с этим увеличивается количество молочной кислоты и неорганического фосфора. Содержание железа, состав белковых фракций — альбумина и глобулина, остаточный азот в пределах обычных сроков консервации заметно не изменяются.

Таким образом, на основании многочисленных наблюдений советских ученых, можно сделать вывод, что в ранние сроки консервации (до 5—10 дней) изменения консервированной крови чрезвычайно малы и такая кровь практически ничем не отличается по своим свойствам от свежей крови.

Изменения длительно консервированной крови при условии соблюдения всех правил и применения современных консервантов незначительны и не нарушают полезных для переливания свойств крови.

Большое значение в процессе консервации крови играет стабилизатор —вещество, препятствующее ее свертыванию, а также асептичность, атравматичность взятия крови и соблюдение условий ее сохранения.

На основании всего сказанного можно следующим образом сформулировать условия, которые необходимо выполнять при консервировании крови.

1. Методика взятия крови должна Обеспечить полную асептичность и отсутствие травматизации крови.

2. Консервирующий состав должен быть абсолютно химически чистым и свежим. К нему предъявляются основные требования: во-первых, надежного и длительного предупреждения свертываемости крови и, во-вторых, сохранения качества, в особенности форменных ее элементов. Большое значение для правильной консервации крови имеет качество консервирующих растворов. Эти растворы должны готовиться строго по инструкции, причем следует не только предупредить инфицирование растворов, но также устранить возможность (попадания в них бактериальных тел и продуктов жизнедеятельности бактерий — пирогенных веществ! Необходимо тщательное приготовление этих растворов на бидестиллированной воде. Свежие растворы консерванта могут храниться в нестерильном виде только в течение 3—4 часов с момента их приготовления. Консервант, простерилизованный вместе с аппаратурой для взятия крови, может храниться в стерильном виде не свыше 48 пасов с момента стерилизации. Необходима биологическая проверка лимоннокислого натрия на кроликах.

Современные консервирующие среды содержат антисептики — сульфаниламиды, предупреждающие инфицирование консервирующих растворов и крови.

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ. Масса консерванта по отношению к массе крови не должна быть очень большой

(приблизительно не больше 50% по отношению к объему крови). Увеличение объема консерванта не всегда (благоприятно отражается на осмотическом режиме форменных элементов консервированной крови (Д. Н. Беленький), а уменьшение объема консерванта не обеспечивает быстрой стабилизации крови в момент ее взятия (образуются сгустки). В последнее время в Центральном ордена Ленина институте гематологии и переливания крови пользуются изотоническим сахарозо-нитратным консервирующим раствором, причем доказаны положительные свойства изотонической сахарозы.

3. Посуда должна быть (Изготовлена из химически нейтрального стекла и особым образом, тщательно, по инструкции, обработана.

4. Консервированную кровь необходимо хранить при оптимальной постоянной температуре 6; 8° в затемненном помещении.

5. Должны быть установлены (максимальные сроки хранения крови и ее пригодности для переливания. Они зависят от совершенства методики консервации и качества консерванта. В среднем сроки пригодности консервированной крови достигают 20—25 суток.

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ. Консервирующие растворы

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ: ОСНОВНЫЕ ПОНЯТИЯ

До последнего времени широкое применение имел метод консервации крови на глюкозо-цитратной сpеде Он позволяет длительное время — до 25 суток — сохранять эритроциты и тем самым удлиняет сроки переливания консервированной Крови.

В современных рецептах Центрального ордена Ленина института гематологии и переливания крови и Ленинградского института переливания крови к глюкозо-цитратным растворам в целях сохранения стерильности консервированной крови добавляют антисептики (натрий-сульфатиазол и натрий-сульфацил).

Также хорошей консервирующей средой является изотонический сахарозо-цитратный раствор. В среднем сроки консервации при этом рецепте достигают 30 дней.

Еще более благоприятно действует изотонический сахаразо-глюкозо-цитратно-солевой консервирующий раствор, в котором эритроциты сохраняются без явлений гемолиза в течение 40 суток.

Из ранее известных консервирующих растворов следует упомянуть жидкость ЦИПК, цитратно-солевой раствор, магнезиальный раствор, синантрин и гепарин.

Первоначально жидкости ЦИПК придавали большое значение, но затем выяснилось, что она имеет много недостатков, характерных для обычного раствора 6% цитрата (сравнительно быстрое наступление гемолиза). В настоящее время этот способ консервации применяется редко. Цитратно-солевой раствор в пропорции по отношению к кроен 1 : 1 также недостаточно совершенный и в настоящее время его не применяют. Магнезиальные смеси и синантрин испытываются в ряде институтов переливания крови, но пока еще не получены оптимальные рецепты этих консервантов.

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ: Взятие крови для консервации

Массовая заготовка крови и ее консервирование являются абсолютно необходимыми мероприятиями, обеспечивающими безотказное использование трансфузий крови в государственных масштабах в мирное и военное время.

Огромный опыт советской медицины позволяет сделать вывод о сложности организации этого дела и целесообразности производства массовой заготовки консервированной крови только в специальных, хорошо оборудованных и обеспеченных подготовленными кадрами учреждениях — на станциях и в институтах переливания крови.

Особые трудности представляет проблема предупреждения инфицирования крови из воздуха. Практика показала, что в большинстве случаев инфицированная консервированная кровь содержит бактерий, находящихся в пылевых частицах, взвешенных в воздухе (сарцины, спороносные палочки, сапрофитная флора и др.).

Избежать проникновения этих бактерий из воздуха в заготавливаемую кровь трудно, но вполне возможно, если соблюдать соответствующие условия, выработанные советской гематологической школой.

В инструкции по заготовке, документации, хранению и выдаче консервированной крови, разработанной Центральным ордена Ленина институтом гематологии и переливания крови и утвержденной Министерством здравоохранения СССР в 1947 г., предусматривается ряд условий консервации крови.

Среди них большое значение придается организации и распределению помещений, предназначенных для взятия крови, подготовки посуды и ее монтажа.

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ: Подготовка аппаратуры

Посуда, предназначенная для взятия и консервирования крови, должна быть стандартной. В настоящее время чаще всего пользуются ампулой ЦОЛИПК и стандартной банкой ЦИПК (ОСТ 1645) е притертой пробкой. Допустимо также использование водочных бутылок.

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ: ОСНОВНЫЕ ПОНЯТИЯ

Рис. 6. Банка ЦИПК, с матерчатой муфтой, закрывающей пробку (по способу ЦОЛИШЧ).

Резиновые трубки маркируют и промывают сильным током водопроводной воды. Иглы подвергают мойке под струей воды, в растворе аммиака, механической очистке с мандреном кипячению в 2% содовом растворе. Затем в канал игл вводят стерильный мандрен, смазанный вазелиновым маслом. Перед взятием крови аппаратуру монтируют в специально оборудованном помещении. При это; у закрытый способ взятия крови, всю систему — банку или ампулу вместе с консервирующим раствором, резиновыми трубками, иглами — стерилизуют в собранном виде в автоклаве (рис. 6).

Консервирующие растворы приготавливаются на биде- стиллированной воде, строго по инструкции 1947 г.

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ: Техника взятия крови при помощи стандартной банки ЦИПК

Стандартная банка ДИСК вместе с системой трубок и иглой должна представлять замкнутую систему. Она закрыта резиновой пробкой с проходящими в ней двумя стеклянными трубками — длинной и короткой. Длинная стеклянная трубка соединена с резиновой трубкой длиной 40—50 см, к ее концу присоединена канюля и игла. На короткую стеклянную трубку надевается резиновая трубка длиной 8 см, к концу которой присоединена стеклянная трубка с ватным фильтром (для очищения воздуха).

Смонтированная пробка с трубками вставляется в банку, горлышко которой предварительно окружается матерчатой муфтой, с притертой стеклянной пробкой внутри (рис. 6). Эта муфта закрывает пробку и горлышко банки и помогает после взятия крови в асептических условиях извлечь резиновую пробку и закрыть отверстие в банке стеклянной пробкой.

При взятии крови в одну банку от 2 доноров (резиновая пробка должна иметь две- длинные трубки (берущая система) и одну короткую, по которой проходит воздух. Можно также брать кровь от второго донора через короткую трубку, а длинную после ее выдвижения до нижнего края пробки закрыть ватным фильтром.

Систему стерилизуют в автоклаве при давлении 1,5 ат в течение часа. При использовании совместной стерилизации — составных частей стабилизатора, раствор разливают в банки до их помещения в автоклав и затем стерилизуют вместе со всей аппаратурой.

Взятие крови у доноров производят в специальной, желательно боксированной операционной.

Вначале берут кровь у доноров 0(1), затем А(II), В (III) группы.

Необходимо, чтобы стены и потолок операционной были окрашены масляной краской, а пол покрыт линолеумом. Врачи и сестры работают в бахилах, стерильных халатах, масках, колпачках, стерильных резиновых перчатках. В операционную донор входит в халате, высоких чулках — бахилах, тапочках, колпачке и маске по типу шлема.

Донора укладывают на операционный стол, причем его голова должна находиться на низкой подушке на уровне плеч.

На 6——10 см выше локтевого сгиба и на плечо донора накладывают мягкий эластический жгут. Необходимо, чтобы жгут сдавливал только вены, а артерии конечности оставались бы несжатыми. Для этого вначале жгут накладывают до исчезновения пульса и затем, постепенно ослабляя жгут, фиксируют его при первом появлении пульса на лучевой артерии.

Кожу предплечья и локтевого сгиба обрабатывают 0,5% раствором аммиака, спиртом и 5% раствором иода. Руку обкладывают стерильными полотенцами.

Пункция вены осуществляется согласно правилам, изложенным в главе V. При этом необходимо помнить о строгом сохранении асептики при взятии крови. Игла не должна разъединяться с канюлей.

В процессе взятия крови необходимо слегка покачивать банку в целях смешивания крови с консервирующим раствором.

После окончания взятия крови следует извлечь резиновую пробку и заменить ее стеклянной, не открывая матерчатой муфты. Затем муфту снимают, пробку заливают стерильным горячим раствором парафина с воском, покрывают марлей и опять заливают парафином. Пробку обвязывают Т-образной марлевой повязкой и вновь заливают парафином. На пробку накладывают стерильный колпачок, обвязывают ее шпагатом, концы которого вместе с концами веревки контрольного ярлыка пломбируют.

Для пересылки крови на дальние расстояния банку заполняют кровью доверху —остается лишь 20—26 см3 воздуха.

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ: ОСНОВНЫЕ ПОНЯТИЯ

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ДОНОРСКОЙ КРОВИ: ОСНОВНЫЕ ПОНЯТИЯ

Источник